隨著CO2等傳感器技術(shù)的創(chuàng)新發(fā)展，特別是熒光光纖O2傳感器技術(shù)的應(yīng)用，高通量測量微小生物如藻類等浮游植物、浮游動物、魚類蟲卵、土壤微生物、果蠅、斑馬魚等呼吸與能量代謝，對于實驗生物學(xué)研究、污染生態(tài)學(xué)與環(huán)境毒理學(xué)、環(huán)境科學(xué)與氣候變化研究等，都具有越來越重要的意義

早在2005年，為了實現(xiàn)個體水平上的海底無脊椎動物胚胎（或幼蟲）的呼吸率的高通量測量，美國特拉華大學(xué)的Szela和Marsh把384孔微量滴定板改造成384個呼吸室/微型呼吸計，采用平板讀取的熒光計對鹵蟲無節(jié)幼蟲的呼吸率進行了持續(xù)實時的測量（參見下圖）。

384孔微量滴定板中的25個孔內(nèi)的鹵蟲無節(jié)幼蟲的氧氣濃度在兩小時內(nèi)的變化。通過氧氣濃度（μM）-時間（h）的線性回歸計算呼吸率。每個曲線下方的圓圈內(nèi)數(shù)字代表鹵蟲無節(jié)幼蟲的數(shù)量。

Koster等（2008）則對海洋浮游動物（橈足類幼蟲）呼吸進行了實時監(jiān)測，得到穩(wěn)定的線性呼吸率曲線（參見下圖）。

上左圖為微型呼吸室的溶解氧測量實驗設(shè)計：1-3表示呼吸室、培養(yǎng)箱和熒光讀取器等，4-9表示供電及數(shù)據(jù)采集裝置，10-14表示溶氧光學(xué)測量裝置；上右圖為單個試管里恒溫培養(yǎng)的3或4只橈足類幼蟲的氧氣濃度在6小時內(nèi)的變化

商業(yè)化的高通量呼吸測量系統(tǒng)的問世，使得水生動物的胚胎（或幼蟲）呼吸測量變得高效、精確，配合自動化的水體環(huán)境因子調(diào)控的設(shè)備，魚類等水生動物的胚胎和發(fā)育學(xué)研究變得方便快速。例如，2017年，美國加利福尼亞大學(xué)的Flynn和Todgham采用高通量呼吸測量技術(shù)，對發(fā)育的南極魚代謝活動進行了測量和分析（參見下圖）。

左圖成年深海龍魚保護著一次產(chǎn)的胚胎；右圖深海龍魚胚胎處于開放的呼吸室；呼吸測量（氧氣飽和度VS時間）

美國海洋和大氣管理和研究局的（NOAA）Xaymara Serrano等（2018）使用200微升的高通量呼吸系統(tǒng)測量了兩個物種的加勒比礁珊瑚幼蟲的耗氧率（參見下圖）。研究團隊的成員來自位于邁阿密的大西洋海洋和氣象實驗室以及邁阿密大學(xué)海洋與大氣學(xué)院，他們研究了多種因子（如溫度、硝酸鹽富集）對幼蟲的活動的影響，研究結(jié)果刊登在《Coral Reefs》雜志上，并在論文里詳細介紹了他們是如何使用該技術(shù)測量如此微小的生物的耗氧率。

礁珊瑚幼蟲耗氧率測量

不列顛哥倫比亞大學(xué)的Bernhardt等（2017），則利用200微升的高通量溶解氧測量技術(shù)，對浮游植物細胞光照條件下的放氧量及黑暗條件下的氧氣消耗量進行了測量分析，并計算其質(zhì)量歸一化代謝率（氧通量/總細胞體積）和光合作用的活化能。實驗中使用了透明的PCR膜密封呼吸室，在3小時內(nèi)每隔15秒測量一次氧氣濃度（參見下圖）。

圖8Tetraselmistetrahele質(zhì)量歸一化代謝率隨溫度的變化。

英國約克大學(xué)的Prendergast-Miller等（2017），借助高通量呼吸測量技術(shù)對土壤微生物耗氧率進行測量進而對土壤質(zhì)量進行快速評估。該研究小組使用600微升的高通量呼吸測量系統(tǒng)，通過實時測量不同土壤類型、蚯蚓處理及C源供給的土壤懸浮液的子樣品的2小時內(nèi)的氧氣消耗，發(fā)現(xiàn)蚯蚓能夠改變土壤微生物結(jié)構(gòu)，進而影響土壤微生物的耗氧率。

土壤微生物耗氧率測量概念示意圖

北京易科泰生態(tài)技術(shù)公司近20年來致力于生物呼吸與能量代謝技術(shù)的推廣和技術(shù)服務(wù)，為您提供全面高通量生物呼吸與能量代謝測量方案：

1) 高通量藻類光合-呼吸測量技術(shù)方案

2) 高通量浮游動物呼吸測量技術(shù)方案

3) 高通量斑馬魚魚卵與魚苗發(fā)育期呼吸測量技術(shù)方案

4) 高通量果蠅呼吸與能量代謝測量技術(shù)方案（CO2與O2測量）

5) 高通量土壤呼吸/土壤微生物呼吸測量技術(shù)方案

參考文獻：

Szela T L, Marsh A G. Microtiter plate, optoderespirometry, and inter-individual variance in metabolic rates among nauplii of Artemiasp[J]. Marine Ecology Progress, 2005, 296:281-289.

K?ster M, Krause C, Paffenh?fer G. Time-series measurements of oxygen consumption of copepod nauplii[J]. Marine Ecology Progress, 2008, 353(01):157-164.

Flynn E E, Todgham A E. Thermal windows and metabolic performance curves in a developing Antarctic fish.[J]. Journal of Comparative Physiology B, 2017, 188(2):1-12.

Serrano X M, Miller M W, Hendee J C, et al. Effects of thermal stress and nitrate enrichment on the larval performance of two Caribbean reef corals[J]. Coral Reefs, 2018, 37(1):173-182.

Bernhardt J, Sunday J M, O'Connor M I. An empirical test of the temperature dependence of carrying capacity[J]. bioRxiv, 2017: 210690.

Prendergastmiller M T, Thurston J, Taylor J, et al. Rapid determination of soil quality and earthworm impacts on soil microbial communities using fluorescence-based respirometry[C]// EGU General Assembly Conference. EGU General Assembly Conference Abstracts, 2017.

Mclamore E S, Garland J L, Mackowiak C, et al. Development and validation of an open source O2-sensitive gel for physiological profiling of soil microbial communities[J]. J Microbiol Methods, 2014, 96(1):62-67.